重金属毒性的目标因素及其分子机理——镉毒性研究中的转录因子及下游基因外文翻译资料

重金属毒性的目标因素及其分子机理——镉毒性研究中的转录因子及下游基因

摘要：镉(Cd)是一种广泛存在于环境中的有害重金属，可造成严重的肾脏损伤。近端肾小管细胞是肾镉毒性的主要靶点。镉细胞毒性的后果包括细胞凋亡和坏死。最近，我们和其他人开始关注Cd如何影响转录因子及其靶基因的调控。这些研究表明，转录因子在Cd暴露时启动多种途径，导致细胞凋亡、细胞自噬死亡、细胞粘附中断和线粒体活性氧的产生。特别值得注意的是，Cd诱导内质网应激，不仅导致细胞凋亡，而且还导致自噬失调，从而引发细胞损伤。然而，在某些情况下，cd调控的转录因子可以诱导细胞存活信号传导。这篇综述集中在我们自己的研究上，以阐明转录因子-下游基因级联，这是cd诱导的肾毒性的核心。

关键词：镉； 肾毒性； 转录因子；靶基因；细胞凋亡

1. 介绍

镉(Cd)是一种广泛存在于环境中的重金属。镉引起钛病，主要症状为肾脏疾病及伴有骨软化^[1]。通过受污染的水、食物或香烟，慢性接触镉，会引起肾毒性，特别是对近端肾小管细胞的损伤^[2-4]。人类Cd的生物半衰期因性别、年龄和暴露水平而不同，但约为10-30年^[3,4]。因此，体内Cd的积累量会随着年龄的增加而增加，而Cd的积累对健康的影响也会增加^[5]。

在过去的15到20年里，细胞凋亡、坏死和自噬过程的相对作用已经在cd诱导的细胞毒性中提出。在20世纪90年代，一些研究表明，Cd细胞毒性的早期阶段与细胞凋亡信号的诱导有关^[6-8]。在21世纪初，有报道称Cd可以诱导线粒体释放细胞色素c和凋亡诱导因子(AIF)。释放的细胞色素c和AIF依赖性或独立地诱导半胱天冬酶凋亡^[9-11]。Cd还能在坏死前上调肾损伤分子1(Kim-1)的表达，但在大鼠近端小管中有适度水平的凋亡^[12]。在肾小管细胞中，Cd也可以通过内质网(ER)的释放来提高胞质钙水平，这是细胞内的一种钙库。胞质钙离子升高通过钙蛋白酶-半胱天冬酶途径引起细胞凋亡^[13-14]。Chargui等人证实了在大鼠近端小管中没有凋亡信号的情况下，自噬的激活作为修复过程^[15]。

虽然已经报道了几种参与Cd诱导的细胞死亡的途径，但启动这些途径的因素仍有待完全阐明。为了阐明引发Cd诱导的肾毒性的分子机制，我们自己和其他研究小组最近已经应用了毒物基因组学方法来寻找参与Cd肾毒性的分子。特别是，利用蛋白质/DNA结合阵列和小干扰RNA(siRNA)工具，我们寻找了调节Cd毒性相关基因表达的候选转录因子。其他不同的研究也表明了转录因子和负责启动Cd肾毒性的靶基因之间的关系。

本文综述了调节诱导毒性作用的基因表达的转录因子，如细胞凋亡、自噬、细胞粘附的破坏和线粒体活性氧(ROS)的产生。

1. 镉诱导肾近端肾小管细胞凋亡的作用机制

一些研究表明，转录因子可以下调与Cd诱导的肾脏细胞凋亡相关的基因。下面描述了一些具有代表性的发现。

2.1.Cd通过抑制核因子-kappaB的活性来降低细胞凋亡抑制蛋白1/2的水平

核因子-kappaB(NF-kappa;B)是一种众所周知的转录因子，在调节细胞死亡或存活中起着关键作用。

Xie和Shaikh发现，Cd抑制了大鼠近端小管NRK-52E细胞中NF-kappa;B的DNA结合活性和凋亡抑制蛋白1(IAP1)和IAP2(也称为BIRC2和BIRC3)的水平^[16]。IAP1和IAP2是NF-kappa;B的靶基因，IAP1和IAP2与caspase结合，这是细胞凋亡的关键诱导物^[17]。NF-kappa;B诱导IAP1和IAP2抑制细胞凋亡。因此，Cd增加了caspases 3、7和9的水平，并通过抑制NF-kappa;B诱导caspase依赖性的细胞凋亡^[16]（图1）。

图1.Cd诱导肾近端肾小管细胞凋亡的机制已报道

Cd通过失活NF-kappa;B和下调IAPs来诱导半胱天冬酶依赖性的细胞凋亡。此外，cd诱导的内质网应激通过激活ATF4、ATF6和XBP1来触发CHOP-或JNK依赖性的细胞凋亡。

2.2.Cd诱导内质网应激介导的细胞凋亡

Cd有助于内质网应激，以及真核起始因子2alpha;-亚基(eIF2alpha;)激活转录因子4(ATF4)通路参与细胞对应激适应^[18]。内质网应激使eIF2alpha;磷酸化，并将ATF4从细胞质转位到细胞核。Komoike等人证实，在人肾近端肾小管HK-2细胞中，eIF2alpha;磷酸化和ATF4激活后，Cd可诱导细胞凋亡^[19]（图1）。Cd增加了CCAAT/增强子结合蛋白同源蛋白(CHOP)，下调了ATF4。CHOP的产生负责细胞凋亡的诱导。

Yokouchi等人的研究表明，Cd可诱导猪肾近端肾小管细胞系LLC-PK1的内质网应激^[20,21]。众所周知，激活转录因子6(ATF6)和需要肌醇的ER-核信号激酶1(IRE1)是感知内质网的三种主要跨膜转导器中的两个。ATF6调控CHOP和X-box结合蛋白1(XBP1)基因的表达^[22]。XBP1mRNA被IRE1剪接，XBP1能够作为转录因子^[23]。ATF6诱导CHOP和ire1启动的XBP1激活是诱导细胞凋亡的主要原因。Cd激活ATF6，提高CHOP的表达^[20,21]。另一方面，Cd通过上调IRE1来激活XBP1。此外，IRE1-c-Junn-末端激酶(JNK)是一种已知的促凋亡信号通路^[24]，而Cd已被证明可以磷酸化JNK。Yokouchi等人提出存在XBP1-JNK促凋亡通路参与内质网应激诱导的细胞凋亡^[20,21]（图1）。

2.3.Cd通过抑制YY1和FOXF1来下调UBE2D家族基因的表达

我们报道了Cd在NRK-52E细胞和C57BL/6J小鼠肾脏中起毒性作用之前抑制Ube2d家族(Ube2d2d2、Ube2d3和Ube2d4)的基因表达。Ube2d家族由泛素(Ub)偶联酶(E2)组成，它标记底物蛋白与Ub降解。Ube2d泛素化凋亡诱导因子p53，然后被蛋白酶体降解。由于缺乏Ub偶联，p53在Cd存在的情况下在细胞中积累^[26-27]。在HK-2细胞中，在UBE2D家族中，Cd只抑制了UBE2D2和UBE2D4的表达^[27]。Lee等人发现，敲除UBE2D2和UBE2D4导致Cd诱导的Cd的p53积累，增加了HK-2细胞核中磷酸化的p53水平，敲除p53阻止Cd诱导的细胞凋亡。此外，Cd处理6个月的小鼠近端小管凋亡细胞p53呈现阳性。这些结果表明，Cd诱导的p53积累和Cd诱导的p53依赖性的细胞凋亡是抑制UBE2D家族基因表达的结果。蛋白质/DNA阵列用于识别NRK-52E和HK-2细胞中Cd活性被无毒水平改变的转录因子^[27-29]。蛋白质/DNA阵列最多筛选345个具有受测试物质影响活性的转录因子。Cd下调了一系列不同的转录因子的活性。其中^[27]，我们将重点放在阴阳1(YY1)和叉头盒F1(FOXF1)上，因为它们在UBE2D2和UBE2D4的上游都有靶标结合序列。Cd抑制了FOXF1的mRNA和蛋白水平，而YY1的蛋白水平没有变化。敲除YY1可下调UBE2D2基因表达，但不下调UBE2D4基因表达。然而，敲除FOXF1下调了UBE2D4的基因表达，而没有下调UBE2D2的基因表达。因此，Cd分别在抑制YY1和FOXF1后，降低了UBE2D2和UBE2D4的基因表达（图2）。

图2.本研究小组提出的Cd诱导肾近端肾小管细胞凋亡的新机制

Cd通过下调UBE2D2和UBE2D4来诱导p53依赖性的细胞凋亡，分别导致YY1和FOXF1失活。此外，Cd通过灭活ARNT和降低BIRC3的表达来诱导caspase-3依赖性的细胞凋亡。

2.4.Cd降低芳基烃受体核易位器调节的杆状病毒IAP重复序列含蛋白3

我们发现了另一种Cd诱导肾毒性的途径。上述蛋白/DNA阵列结果显示，Cd降低了HK-2细胞中转录因子芳基烃受体核转位因子(ARNT)的活性。敲除ARNT降低了细胞活力，抑制了27个基因的表达，表明这些基因位于ARNT的下游。在这27个基因中，杆状病毒IAP重复序列含蛋白3(BIRC3)被Cd显著抑制^[29]。BIRC3是BIRC家族(BIRC1-8)的成员，也被称为IAP家族，即BIRC1/NAIP、BIRC2/cIAP1、BIRC3/cIAP2、BIRC4/XIAP、BIRC5/Survivin、BIRC6/Apollon、BIRC7/ML-IAP和BIRC8/ILP^[30,31]。BIRC3通过干扰caspase的激活来抑制细胞凋亡^[32]。Cd增加了HK-2细胞中caspase-3的分裂水平，这是caspase-3的活性形式。同样，BIRC3的敲除激活了caspase-3，并增加了诱导细胞凋亡后的细胞毒性（图2）。

1. 镉诱导肾毒性的多种机制

Cd诱导的肾毒性可以通过下调基因表达来介导，而基因表达影响细胞凋亡以外的过程。下面描述了几个具有代表性的发现。

3.1.Cd在内质网应激中通过eIF2alpha;-ATF4通路诱导环氧合酶2介导的自噬

环氧合酶2(COX2)，前列腺素的主要酶的炎症反应，是一个下游因素ATF4^[33]。罗等报道，Cd激活eIF2alpha;-ATF4通路内质网应激和诱导COX2依赖自噬在人类胚胎肾(HEK)细胞和小鼠肾脏^[34]（图3）。自噬可以通过抑制磷酸肌醇-3-激酶(PI3K)-Akt（丝氨酸/苏氨酸蛋白激酶）-哺乳动物雷帕霉素靶蛋白(mTOR)通路来激活^[35]。COX2敲低增加了磷酸化的mTOR水平，导致自噬减少和磷酸化的Akt^[34]。

图3.除Cd诱导的细胞凋亡外，肾毒性的多种机制

Cd诱导自噬和mROS的产生，并降低细胞-细胞粘附。Cd激活ATF4，增加COX2的表达。Cd诱导的自噬涉及到COX2抑制mTOR。Cd引发的细胞粘附破坏依赖于通过激活Snail抑制E-钙粘蛋白。Cd通过灭活Foxo3a产生mROS，并降低PGC1和SOD2的表达。

3.2.Cd通过蜗牛激活和抑制e-钙粘蛋白来诱导细胞-细胞粘附减少

卵钙粘蛋白负责细胞间的粘附，对上皮组织保持其完整性很重要^[36]。锌指转录因子Snail是e-钙粘蛋白的抑制因子，可被Notch1激活^[37]。Notch通路高度保守，广泛参与组织模式和形态发生、细胞分化、增殖和死亡^[38]。此外，Notch1受PI3K/Akt通路控制。Fujiki等人证实，Cd通过磷酸化PI3K和Akt来增加Notch1和Snail的水平，并破坏了卵钙粘蛋白介导的HK-2细胞中的细胞-细胞粘附^[39]（图3）。

3.3.Cd通过抑制Sirt3和FoxO3a诱导线粒体ROS

Sirtuin3(Sirt3)是主要的线粒体乙酰赖氨酸去乙酰化酶，可调节多种蛋白质来控制线粒体功能^[40]。Sirt3直接结合并去乙酰化超氧化物歧化酶2(SOD2)，从而增加SOD2的活性，维持线粒体ROS(mROS)的稳态^[41,42]。在人肝细胞癌HepG2细胞和小鼠肝脏中，Cd通过Sirt3-自噬-SOD2途径自噬诱导肝毒性^[43]。

除了Sirt3在肝细胞中的作用外，Fu等人证实了Sirt3-sod2通路是抑制Cd肾毒性的机制^[44]。线粒体Sirt3诱导叉头盒O3(FoxO3a)易位到细胞核，并上调过氧化物酶体增殖物激活受体-共激活物1-alpha(PGC-1alpha;)和SOD2。FoxO3a的磷酸化使FoxO3a失活。PGC-1alpha;和SOD2抑制ROS的产生，保护细胞免受mrOS诱导的氧化损伤。^[45]Fu等人发现Cd抑制FoxO3a活性(磷酸化的FoxO3a水平升高)和PGC-1alpha;和SOD2的表达^[44]。因此，Cd通过抑制小鼠肾小管上皮TCMK-1细胞中的Sirt3-FoxO3a通路诱导mROS（图3）。

3.4.通过调控ATF4和FoxO3a来保护细胞对Cd的影响

Fujiki等人证实，通过PI3K/Akt通路诱导的ATF4表达增加在HK-2细胞的存活中起着一定作用^[46]。激活的ATF4和ATF6不仅诱导Cd-2细胞的CHOP，还诱导78-kDa葡萄糖调节蛋白(GRP78)，这是一种ER驻留的分子伴侣^[19-21]。Luo等人也发现Cd通过ATF4^[34]。GRP78诱导COX2和GRP78，GRP78是一种抗凋

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